¿Puede el líquido amniótico ser una solución alternativa de conservación de órganos para el almacenamiento renal en frío?

Contenido principal del artículo

Başak Büyük
Tuba Demirci
Yasemen Adalı
Hüseyin Avni Eroğlu

Resumen

Introducción: El trasplante de riñón es una opción de tratamiento que puede salvar la vida de pacientes con insuficiencia renal crónica. Preservar la viabilidad del órgano desde su extracción hasta el momento del trasplante en el receptor es uno de los factores principales que influyen en el éxito postrasplante. El tejido renal está expuesto a la isquemia después de la extracción del órgano del donante, lo cual da inicio a algunos eventos celulares. Existen estudios que indican que el líquido amniótico (LA) funciona como una solución de conservación para el hígado, pero aún se desconoce si sucede lo mismo con el riñón. El objetivo de este estudio es investigar la efectividad del LA como solución conservadora para los riñones de ratas, en comparación con la solución de Wisconsin (UW) y la solución de histidina-triptófano-cetoglutarato (HTK), que son los conservantes más utilizados y preferidos. Material y métodos: Se emplearon cuarenta ratas albinas macho de la cepa Wistar en este estudio, en cuatro grupos experimentales. Grupo 1: grupo solución de lactato sódico compuesta (LSC, Control); Grupo 2: grupo HTK; Grupo 3: grupo UW y Grupo 4: grupo LA. Habiendo aplicado anestesia con ketamina y xilazina, se realizó una incisión en la línea media y se aisló la arteria renal. Se utilizaron soluciones relevantes para grupos (enfriadas a + 4° C) para perfusión renal. Se realizó una nefrectomía, y los riñones extraídos fueron colocaron en una solución estándar de almacenamiento de órganos a + 4° C y se conservaron así durante 12 horas. Después de dicho periodo de almacenamiento, las muestras de los tejidos renales se fijaron en formalina tamponada neutra al 10%. Se llevaron a cabo una evaluación histopatológica e inmunohistoquímica y una detección de apoptosis mediante el método TUNEL. Resultados: Los resultados del grupo LA fueron cercanos a los de los grupos UW y HTK. La necrosis tubular y la vacuolización fueron más altas en el grupo de la solución LSC que en los otros grupos experimentales. La tinción inmunohistoquímica para los tres marcadores (TNF-alfa, IL-18 e iNOS) disminuyó en el grupo de líquido amniótico, similar a los grupos UW y HTK. Además, el número de células apoptóticas menguó en el grupo LA, en comparación con el de control. Conclusiones: UW, HTK y LA tuvieron efectos protectores similares y superiores en comparación con la solución LSC. Por lo tanto, el LA puede usarse como una solución alternativa de bajo costo para la preservación de tejidos naturales.

Detalles del artículo

Cómo citar
1.
Büyük B, Demirci T, Adalı Y, Eroğlu HA. ¿Puede el líquido amniótico ser una solución alternativa de conservación de órganos para el almacenamiento renal en frío?. Rev Nefrol Dial Traspl. [Internet]. 26 de agosto de 2020 [citado 1 de febrero de 2023];40(1):14-. Disponible en: http://vps-1689312-x.dattaweb.com/index.php/rndt/article/view/504
Sección
Artículo Original

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1) McAnulty JF, Reid TW, Waller KR, Murphy CJ. Successful six-day kidney preservation using trophic factor supplemented media and simple cold storage. Am J Transplant. 2002;2(8):712-8.

2) Mahendran AO, Barlow AD. Kidney transplantation. Surgery (Oxford). 2014;32(7):364-70.

3) Wang S, Gumpper K, Tan T, Luo X, Guo H, Ming C, et al. A novel organ preservation solution with efficient clearance of red blood cells improves kidney transplantation in a canine model. Cell Biosci. 2018;8(1):28.

4) Marcén R, Burgos FJ, Ocaña J, Pascual J, Perez-Sanz P, Galeano C, et al. Wisconsin and Celsior solutions in renal preservation: a comparative preliminary study. Transplant Proc. 2005;37(3):1419-20.

5) Büyük B, Karakoç E. Effects of thiopental in cold ischemia in liver transplantation: An experimental study. J Surg Med. 2019;3(1):143-8.

6) Turhan-Haktanır N, Dilek FH, Köken G, Demir Y, Yılmaz G. Evaluation of amniotic fluid as a skin graft storage media compared with RPMI and saline. Burns. 2011;37(4):652-5.

7) Sterne GD, Titley OG, Christie JL. A qualitative histological assessment of various storage conditions on short term preservation of human split skin grafts. Br J Plast Surg. 2000;53(4):331-6.

8) Büyük B, Demirci T, Adalı Y, Eroğlu HA. A new organ preservation solution for static cold storage of the liver. Amniotic fluid. Acta Cir Bras. 2019;34(4):e201900402.

9) Estados Unidos. National Research Council. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals [Internet]. 8th ed. Washington, DC: The National Academies Press, 2011. Disponible en: https://www.nap.edu/catalog/12910/guide-for-the-care-and-use-of-laboratory-animals-eighth (Consulta: 10/08/2019).

10) Akbulut S, Sevmis S, Karakayali H, Bayraktar N, Unlukaplan M, Oksuz E, et al. Amifostine enhances the antioxidant and hepatoprotective effects of UW and HTK preservation solutions. World J Gastroenterol. 2014;20(34):12292-300.

11) Janssen H, Janssen PH, Broelsch CE. UW is superior to Celsior and HTK in the protection of human liver endothelial cells against preservation injury. Liver Transpl. 2004;10(12):1514-23.

12) Wang L, Wei J, Jiang S, Li HH, Fu L, Zhang J, et al. Effects of different storage solutions on renal ischemia tolerance after kidney transplantation in mice. Am J Physiol Renal Physiol. 2018;314(3):F381-7.

13) Parsons RF, Guarrera J V. Preservation solutions for static cold storage of abdominal allografts: Which is best? Curr Opin Organ Transplant. 2014;19(2):100-7.

14) Nunes P, Mota A, Figueiredo A, Macário F, Rolo F, Dias V, et al. Efficacy of renal preservation: comparative study of Celsior and University of Wisconsin solutions. Transplant Proc. 2007;39(8):2478-9.

15) Agarwal A, Goggins WC, Pescovitz MD, Milgrom ML, Murdock P, Fridell JA. Comparison of histidine-tryptophan ketoglutarate and University of Wisconsin solutions as primary preservation in renal allografts undergoing pulsatile perfusion. Transplant Proc. 2005;37(5):2016-9.

16) Caban A, Dolińska B, Budziński G, Oczkowicz G, Ostróżka-Cieślik A, Cierpka L, et al. The effect of HTK solution modification by addition of thyrotropin and corticotropin on biochemical indices reflecting ischemic damage to porcine kidney. Transplant Proc. 2013;45(5):1720-2.

17) Bessems M, Doorschodt BM, Albers PS, van Vliet AK, van Gulik TM. Wash-out of the non-heart-beating donor liver: a comparison between ringer lactate, HTK, and polysol. Transplant Proc. 2005;37(1):395-8.

18) Mangus RS, Fridell JA, Vianna RM, Milgrom MA, Chestovich P, Chihara RK, et al. Comparison of histidine-tryptophan-ketoglutarate solution and University of Wisconsin solution in extended criteria liver donors. Liver Transpl. 2008;14(3):365-73.

19) Schreinemachers MC, Doorschodt BM, Florquin S, Tolba RH. Comparison of preservation solutions for washout of kidney grafts: an experimental study. Transplant Proc. 2009;41(10):4072-9.

20) Li S, Constantinescu I, Guan Q, Kalathottukaren MT, Brooks DE, Nguan CY, et al. Advantages of replacing hydroxyethyl starch in University of Wisconsin solution with hyperbranched polyglycerol for cold kidney perfusion. J Surg Res. 2016;205(1):59-69.

21) Singh M, Odeniyi DT, Apostolov EO, Savenka A, Fite T, Wangila GW, et al. Protective effect of zinc-N-acetylcysteine on the rat kidney during cold storage. Am J Physiol Physiol Renal Physiol. 2013;305(7):1022-30.

22) Moen J, Claesson K, Pienaar H, Lindell S, Ploeg RJ, McAnulty JF, et al. Preservation of dog liver, kidney, and pancreas using the Belzer-UW solution with a high-sodium and low-potassium content. Transplantation. 1989;47(6):940-5.

23) Ramella SG, Hadj-Aïssa A, Barbieux A, Steghens JP, Colpart JJ, Zech P, et al. Evaluation of a high sodium-low potassium cold-storage solution by the isolated perfused rat kidney technique. Nephrol Dial Transplant. 1995;10(6):842-6.

24) Thomasen H, Pauklin M, Noelle B, Geerling G, Vetter J, Steven P, et al. The effect of long-term storage on the biological and histological properties of cryopreserved amniotic membrane. Curr Eye Res. 2011;36(3):247-55.

25) Turhan-Haktanir N, Sahin Ö, Yagmurca M, Köken G, Demir Y, Cosar E. Histological assessment of skin grafts stored in amniotic fluid and saline. J Plast Surg Hand Surg. 2010;44(4):226-30.

26) Qi QA, Yang ZY, Ma KS, Lu Q, Wang SG, Li XW, et al. Impact of cold ischemia on cytokines after partial liver transplantation in rats. Gen Molec Res. 2013;12(3):4003-8.

27) Zhang H, Hile KL, Asanuma H, Vanderbrink V, Franke EI, Campbell MT, et al. IL-18 mediates proapoptotic signaling in renal tubuler cells through a Fas ligand-dependent mechanism. Am J Physiol Renal Physiol. 2011;301(1):171-8.

28) Matsui F, Rhee A, Hile KL, Zhang H, Meldrum KK. IL-18 induces profibrotic renal tubular cell injury via STAT3 activation. Am J Physiol Renal Physiol. 2013;305(7):F1014-F1021.

29) Parikh CR, Jani A, Mishra J, Ma Q, Kelly C, Barasch J, et al. Urine NGAL and IL-18 are predictive biomarkers for delayed graft function following kidney transplantation. Am J Transplant. 2006 Jul;6(7):1639-45.

30) Meguro M, Katsuramaki T, Nagayama M, Kimura H, Isobe M, Kimura Y, et al. A novel inhibitor of inducible nitric oxide synthase (ONO-1714) prevents critical warm ischemia-reperfusion injury in the pig liver. Transplantation. 2002;73(9):1439-46.